Une phase libre dans les sols & une phase de développement parasitaire dans l'insecte

Le cycle biologique des NEPs comprend trois phases : une phase libre, une phase entomopathogène et une phase nécrotrophe (voir Equipe BIBINE). Les IJs au stade L3 se retrouvent dans les sols à la recherche d’un insecte à parasiter. Il existe deux stratégies de chasse. Certains nématodes recherchent la larve d’insecte très activement (cruiser) alors que d’autres se tiennent à l’affut des insectes de passage (ambusher)(Crow, 2003 ; Campbell et al, 2003). Les IJs détectent leurs proies potentielles grâce à des molécules et à des signaux thermiques, tactiles ou vibratoires (O’Halloran et al, 2006). Les larves infestantes pénètrent leur proie par les orifices naturels (bouche, anus, spiracles) ou en traversant la cuticule (cas du genre Heterorhabditis) et se retrouvent dans l’insecte. Les bactéries entomopathogènes, vivant en symbiose avec les NEPs, sont alors libérées et vont commencer à se multiplier au contact du sang de l’insecte (hémolymphe) et provoquer une septicémie. Ces bactéries sécrètent des molécules antimicrobiennes empêchant la flore microbienne intestinale de coloniser le cadavre. De plus, les enzymes secrétées aident à décomposer la dépouille en la convertissant en ressources nutritives assimilables par les nématodes pour leur développement et leur multiplication. Lorsque les conditions sont optimales, l’insecte meurt sous 24 à 48 heures.

La larve d’insecte colonisée par le genre Heterorhabditis prend une couleur rouge brique (larve de gauche). Cette couleur est liée à des pigments produits par la bactérie symbiotique Photorhabdus. L’infestation par le genre Steinernema ne donne pas de couleur à la larve (à droite).

La pénurie alimentaire déclenche l’émergence de milliers de larves au stade IJ.

Celles-ci s’échappent de l’insecte mort et se retrouvent à nouveau libres dans les sols à la recherche d’un nouvel insecte (Murfin et al, 2012).

Bibliographie

• Crow, W.T. 2003. Using nematodes to control insects : overview and frequently asked questions. University of Florida.
   
• Campbell, J.F., Lewis, E.E., Stock, S.P., Nadler, S., Kaya, H.K. 2003. Evolution of host search strategies in entomopathogenic nematodes. J nematol, 35, 142–145

• O’Halloran, D.M., Fitzpatrick, D.A., Burnell, A.M. 2006. The chemosensory system of Caenorhabditis elegans and other nematodes. In Chemical Ecology: From Gene to Ecosystem. Volume 16, pp 71-88. Dicke, M. & Takken, W. (eds), Wageningen, The Netherlands.
   
• Murfin, K., Dillman, A., Foster, J., Bulgheresi, S., Slatko, B., Sternberg, P., Goodrich-Blair, H. 2012. Nematode-bacterium symbioses - cooperation and conflict revealed in the "omics" age. Biol Bull, 223, 85-102. DOI : 10.1086/BBLv223n1p85.

. 

Les nématodes entomopathogènes décrits à ce jour appartiennent à l’ordre des Rhabditida (phylum Nematoda) et concernent deux genres principaux, Heterorhabditis et Steinernema qui appartiennent à des clades phylogénétiquement très éloignés (Blaxter et al, 1998). Ces deux lignées de nématodes auraient émergé indépendamment à la même époque il y a 375 millions d’années (Askary and Abd-Elgawad, 2017). Les premiers insectes sont apparus il y a 395 millions d’années. Le genre Heterorhabditis serait issu d’un ancêtre vivant dans l’environnement marin alors que le genre Steinernema serait issu d’un ancêtre vivant dans l’environnement terrestre.

Puis, Heterorhabditis et Steinernema ont développé, à partir de nématodes ancestraux nécrophages et de manière indépendante, des stratégies convergentes et originales dans les domaines de la symbiose et de la virulence vis-à-vis des insectes au sein de ce phylum. Ces stratégies ont abouti à deux associations particulières Steinernema/Xenorhabdus et Heterorhabditis/Photorhabdus (Boemare, 2002; Chaston et al, 2011).

Bibliographie

• Askary, T.H., Abd-Elgawad, M.M.M. 2017. Beneficial nematodes in agroecosystems: A global perspective. In Biocontrol agents: Entomopathogenic and slug. Parasitic nematodes, Abd-Elgawad, M.M.M., Askary, T.H., Coupland, J. (Eds), pp 3-25. DOI : 10.1079/9781786390004.0003
   
• Blaxter, M.L., De Ley, P., Garey, J.R., Liu, L.X.,  Scheldeman, P., Vierstraete, A., Vanfleteren, J.R., Mackey, L.Y., Dorris, M., Frisse, L.M., Vida, J.T., Thomas  W.K. 1998. A molecular evolutionary framework for the phylum Nematoda. Nature, 392, 71–75. DOI : 10.1038/32160.
   
• Boemare, N. 2002. Interactions between the partners of the entomopathogenic bacterium nematode complexes, Steinernema-Xenorhabdus and Heterorhabditis-Photorhabdus. Nematology, 4, 601-603. DOI : 10.1163/15685410260438863.
   
• Chaston, J.M., Suen, G., Tucker, S.L., Andersen, A.W., Bhasin, A., Bode, E., Bode, H.B., Brachmann, A.O. et al. 2011. The entomopathogenic bacterial endosymbionts Xenorhabdus and Photorhabdus: Convergent lifestyles from divergent genomes. PLoS One, 6, e27909.  DOI : 10.1371/journal.pone.0027909.
   
• Poinar, G. 2014. Evolutionary history of terrestrial pathogens and endoparasites as revealed in fossils and subfossils. Adv Biol, 2014, 181353. DOI : 10.1155/2014/181353.
  ​​​​

Les nématodes entomopathogènes présents dans les sols sont piégés en utilisant des insectes proies.

Le sol est l’habitat naturel des nématodes entomopathogènes. Comme il est difficile de retrouver les nématodes libres dans les sols, et de retrouver des insectes parasités naturellement par les NEPs, leur recherche se réalise à l’aide du piégeage par « Galleria trap » (Mracek, 1980). Il consiste à enfouir un contenant percé -une boule à thé, un tube eppendorf percé- dans le sol (10, 20 ou 30 cm de profondeur) dans lequel a été placée une larve d’insecte. Galleria mellonella (teigne des ruches) est l’insecte modèle utilisé comme proie car elle est connue pour sa susceptibilité vis-à-vis des NEPs (Ali et al, 2008). Cependant, toute autre larve d'insectes peut être utilisée de la même manière. Au bout de quelques jours (5 à 8 jours), les pièges sont récoltés sur site dans le but de déceler la présence de NEPs dans les cadavres d’insectes. Les cadavres parasités par des moisissures sont éliminés.

Les autres sont placés sur un dispositif de récolte (A) afin de collecter dans un liquide les IJs émergeants du cadavre. Celles-ci sont conservées après filtration (B) à basse température (8°C pour Steinernema et 15°C pour Heterorhabditis) pendant plusieurs mois en milieu aqueux à une concentration de 300-5000 IJs/mL (C) (Kaya and Stock, 1997). Les nématodes piégés seront ensuite identifiés par séquençage des régions ITS à partir de l’ADNg extrait (Malan et al, 2011).

Bibliographie

• Ali, S.S., Pervez, R., Abid Hussain, M., Ahmad, R. 2008. Susceptibility of three lepidopteran pests to five entomopathogenic nematodes and in vivo mass production of these nematodes. Archiv Phytopathol Plant Prot, 41, 300-304. DOI : 10.1080/03235400600759396.
   
• Kaya, H.K. and Stock, P. 1997. Chapter VI - Techniques in insect nematology, Editor(s): Lawrence A. Lacey, Manual of Techniques in Insect Pathology, Academic Press, 1997, Pages 281-324, ISBN 9780124325555, DOI : 10.1016/B978-012432555-5/50016-6.
   
• Mracek, Z. 1980. The use of « Galleria traps » for obtaining nematode parasites of insects in Czechoslovakia (Lepidoptera : Nematoda, Steinernematidae). Acta Entomol Bohemoslov, 77, 378-382.
  ​​​​​​
• Malan, A.P., Knoetze, R., Moore, S.D. 2011. Isolation and identification of entomopathogenic nematodes from citrus orchards in South Africa and their biocontrol potential against false codling moth. J Invertebr Pathol, 108, 115-125. DOI : 10.1016/j.jip.2011.07.006.