Les modèles biologiques

Spodoptera frugiperda (J.E. Smith); Lepidoptera: Noctuidae
Noms communs : fall armyworm (FAW), légionnaire d'automne (français)
EPPO A2 LIST OF PESTS RECOMMENDED FOR REGULATION AS QUARANTINE PESTS; EPPO code LAPHFR (Spodoptera frugiperda)

Spodoptera frugiperda est un papillon originaire des régions tropicales et subtropicales des Amériques qui s'est désormais propagé à l'échelle mondiale. Les chenilles peuvent se nourrir de plus de 350 espèces végétales, cultivées ou non, appartenant à 76 familles botaniques, avec une préférence marquée pour le maïs (Zea mays L., Poaceae).
Ce ravageur est également un excellent migrateur, et peut se déplacer sur des dizaines de kilomètres en fonction des courants aériens, du climat ou de la disponibilité en ressources. Ainsi, bien que l’espèce ne puisse pas entrer en diapause, ce ravageur tropical est capable de migrer vers des zones plus froides pendant la saison favorable et d’être présent sur de larges surfaces et y causer des dégâts économiques. Les chenilles peuvent attaquer le maïs à différents stades phénologiques et entraîner une perte de rendement pouvant atteindre 70 % si l'infestation survient dès les premiers stades de croissance (Hruska, 2019). 

Répartition géographique

https://www.fao.org/fall-armyworm/monitoring-tools/faw-map/en/

Originaire des Amériques, S. frugiperda a été détectée en Afrique de l'ouest et occidentale au début de l'année 2016, puis signalée et confirmée dans l'ensemble de l'Afrique australe continentale, ainsi qu'à Madagascar et aux Seychelles.

En l'espace de deux ans, elle s'était propagée à presque toute l'Afrique subsaharienne. En 2019, le ravageur avait atteint de nombreux pays asiatiques. Fin 2020, sa présence est confirmée en Australie et en Papouasie-Nouvelle-Guinée, puis en janvier 2021, en Nouvelle-Calédonie. En avril 2021, elle avait envahi les îles Canaries en Espagne. Puis, en 2023, sa présence est confirmée en Turquie et à Chypre. En 2024, la CLA a été officiellement détectée au Vanuatu et en Roumanie. À ce jour, la CLA s'est propagée depuis les Amériques vers plus de 80 pays.

Génétique de S. frugiperda

S. frugiperda existe sous forme de deux souches morphologiquement non distinguables mais génétiquement distinctes : la souche maïs, désignée sous le nom de souche "C-strain" (corn), et la souche riz, désignée sous le nom de souche "R-strain" (rice). Ces deux souches diffèrent aussi par leur préférence de plantes hôtes, leur physiologie et leur comportement. La souche maïs est principalement associée au maïs, au coton et au sorgho, tandis que la souche riz est plutôt trouvée sur riz et autres graminées. Les deux souches présentent des différences notamment en ce qui concerne l'activité d'accouplement, la communication et la réponse aux agents biologiques et chimiques. 

Dernières publications DGIMI sur le modèle
 

• Durand, K., An, H., Nam, K. 2024. Invasive fall armyworms are corn strains. Scientific Reports, 14, 5696. DOI : 10.1038/s41598-024-56301-0.
   
• Durand, K., Yainna, S., Nam, K. 2024. Population genomics unravels a lag phase during the global fall armyworm invasion. Communications Biology, 7, 957. DOI : 10.1038/s42003-024-06634-3.
   
• Nam, K., Nègre, N., Saldamando Benjumea, C.I. 2024. Two host-plant strains in the fall armyworm. Insect Science, 31, 1675-1683. DOI : 10.1111/1744-7917.13346.
   
• Yainna, S., Hilliou, F., Haenniger, S., d'Alençon, E., Brévault, T., Nam, K. 2024. Adaptive evolution of invasive fall armyworms to maize with potential involvement of Cytochrome P450 genes. BMC Genomics, 25, 949. DOI : 10.1186/s12864-024-10845-7.
   
• Lan, L., Nègre, N. 2023. Heterosis effect for larval performance of fall armyworm interstrain hybrids. Insect Science, DOI : 10.1111/1744-7917.13295.
   
• Palli, S.R., Biondi, A., Desneux, N., Du Plessis, H., Le Goff, G., Volkoff, A.-N. 2023. The fall armyworm: recent advances in biology and management. Journal of Pest Science, 96, 1341-1343. DOI : 10.1007/s10340-023-01688-4 - review.

Les insectes parasitoïdes sont caractérisés par une vie libre à l’état adulte et parasitaire à l’état larvaire. Il existe des milliers d’espèces de parasitoïdes, avec des modes de vie très diversifiés. Certains se développent à l’extérieur de leur hôte (ectoparasitoïdes), d’autres à l’intérieur (endoparasitoïdes), certains parasitent des œufs d’insectes, d’autres des larves ou des nymphes (parasitoïdes oophages, larvaires ou nymphaux). En règle générale, les parasitoïdes conduisent à la mort de leur hôte, expliquant ainsi pourquoi ces espèces sont fréquemment utilisées dans des programmes de lutte biologique contre les insectes ravageurs des cultures.

Les parasitoïdes que nous étudions sont des espèces endoparasitoïdes de la famille des Ichneumonides, dont le développement larvaire s’effectue à l’intérieur d’une larve d’insecte. 

Les hyménoptères ayant ce mode de vie ont recours à une variété de stratégies pour manipuler leur hôte et le rendre adéquat pour leurs propres besoins. L’une de ces stratégies consiste à recourir à des virus symbiotes. Pour ces espèces de parasitoïdes, elles produisent dans leurs ovaires une très grande quantité de particules virales qui, selon les espèces, contiennent ou non des molécules d’ADN. Produites dans les cellules d’un tissu spécialisé des ovaires, appelé le calyx, elles s’accumulent dans les oviductes et sont ensuite injectées dans l’insecte hôte avec l’œuf parasitoïde (Figure 1). Chez l’insecte parasité, elles sont responsables d’une inhibition de sa réponse immunitaire et/ou une reprogrammation de son développement et de son métabolisme, modifications indispensables au développement du parasitoïde. Ces virus constituent ainsi un exemple unique et original de virus domestiqués par un organisme eukaryote au cours de son évolution, et qu’il utilise maintenant à son propre avantage.

^{Les particules virales sont produites dans les ovaires des femelles pendant leurs stades nymphal et adulte. La production se fait exclusivement dans un tissu spécialisé, le calyx. Les particules virales produites sont libérées dans les oviductes, puis injectées dans l'insecte hôte (ici une chenille) lorsque la guêpe pond ses œufs. Une fois dans la chenille, les particules de PDV infectent tous les tissus de l'insecte, et les gènes codés par les molécules d’ADN empaquetées sont exprimés. L'expression de ces gènes transférés via les particules conduit à des altérations physiologiques de la chenille qui sont bénéfiques et souvent nécessaires au développement de l’endoparasitoide (inhibition de la réponse immunitaire de la chenille hôte, modulation de son développement, etc.). Une fois que la larve (ou les larves) du parasitoïde a terminé son développement, elle sort de la chenille, qui meurt peu après. Le parasitoïde tisse ensuite un cocon dans lequel la nymphose a lieu, conduisant à l'émergence d'une nouvelle guêpe adulte.Figure adaptée d’après DOI : 10.1016/B978-0-12-809633-8.21556-2.}

Les particules virales sont produites grâce à une machinerie qui provient de l’intégration d’un génome viral au cours de l’évolution du parasitoïde. Aujourd’hui, on sait que plusieurs évènements indépendants d’intégration de génome viral ont eu lieu au cours de l’évolution des parasitoïdes. Par exemple un nudivirus ancestral est à l’origine des particules produites chez des centaines d’espèces de braconides microgastrine (Bézier et al, 2009). Un autre virus, de nature encore indéterminé, est à l’origine de la machinerie permettant aux espèces d’ichneumonides campolegine de produire des particules virales dans leurs ovaires (Volkoff et al, 2010).

Suite à l’intégration, une partie du génome viral intégré s’est maintenue dans le génome du parasitoïde, tout en ayant été profondément remanié. Par exemple, le génome de l’hyménoptère ichneumonide Hyposoter didymator, que nous étudions au laboratoire, contient une soixantaine de séquences virales endogènes réparties sur les douze chromosomes du parasitoïde. L’analyse du génome d’H. didymator a montré que le génome viral endogène était composé de régions virales dispersées dans le génome de la guêpe (Legeai et al, 2020). Il comporte d’une part des régions portant des gènes provenant de l’ancêtre viral, ou « gènes de réplication », car impliqués dans la production des particules, et d’autre part des séquences servant de matrice aux molécules d’ADN circulaires, ou « segments » (Figure 2). Seuls les segments sont incorporés dans les particules et donc transférés lors du parasitisme ; les gènes de réplication quant à eux restent résidents chez la guêpe.

^{Ces séquences correspondent soit à des segments (à droite) soit à des clusters de gènes de réplication (à gauche). Les gènes de réplication proviennent du virus ancêtre et sont impliqués dans la production des particules virales. Ils sont exprimés spécifiquement dans les cellules du calyx chez la nymphe et l’adulte. Ces gènes ne sont pas encapsidés. A contrario, les segments sont excisés, circularisés, puis incorporées dans les particules virales. Ils portent un ensemble de gènes qui seront exprimés dans les tissus de la chenille parasitée. Leurs produits sont responsables des altérations de la physiologie de la chenille nécessaires au développement du parasitoïde. Figure extraite de DOI : 10.1684/vir.2020.0835.}

Ce qui est fait à DGIMI sur le modèle :

Nos travaux visent à comprendre les mécanismes moléculaires sous-tendant les étapes clefs du cycle de vie des parasitoïdes associés à des virus endogènes.

Thème 1. Mécanismes en jeu lors de la production des particules virales chez le parasitoïde.

Nous nous intéressons ici à mieux comprendre les étapes et les acteurs impliqués dans la réplication virale conduisant à la production de particules spécifiquement dans les cellules du calyx pendant les stades nymphal et adulte du parasitoïde femelle.

Nous cherchons plus particulièrement à décrypter la fonction des gènes viraux maintenus dans le génome de la guêpe au cours de l’évolution. Une soixantaine de gènes appartenant potentiellement à la machinerie virale ont été identifiés dans le génome de H. didymator (répartis en 5 clusters et 6 gènes isolés). A part quelques rares exceptions, aucun de ces gènes ne présente de similarité avec des gènes connus, et leur fonction effective dans la formation des particules virales reste à démontrer. Pour comprendre leur rôle, nous avons recours la technologie de l’ARN interférence pour inhiber leur expression in vivo. Cette technique consiste à injecter des ARN double-brin (ARNdb) ciblant le gène candidat dans des nymphes au début de leur développement Les conséquences du knockdown sur la réplication virale et la production de particules virales sont ensuite étudiées en combinant microscopie électronique et différentes approches « omiques » et fonctionnelles.

Par cette approche, nous avons pu démontrer l’implication de six gènes viraux dans l’assemblage et le trafic cellulaire des particules virales (Lorenzi et al 2019), et d’un autre gène dans l’amplification locale des séquences virales (Lorenzi et al 2024). Ces résultats montrent que ces gènes conservés dans le génome de la guêpe au cours de l’évolution, bien que n’ayant pas de similarité avec des gènes viraux connus, remplissent des fonctions caractéristiques des gènes viraux classiques (i.e. celles de gènes impliqués dans la réplication des virus pathogènes libres) et sont impliqués dans différentes étapes de la production des particules virales chez les ichneumonides.

Thème 2. Dynamique de l’interaction lépidoptère-parasitoïde-virus.

Ici, nous cherchons à élucider les mécanismes physiologiques, moléculaires et cellulaires qui régissent les interactions entre les chenilles hôtes, leurs parasitoïdes et les virus associés, tout en tenant compte des contraintes environnementales induites par le changement climatique. 

Nous avons exploré l’interaction complexe entre le virus associé au parasitoïde H. didymator et les défenses antivirales de Spodoptera frugiperda. Nos résultats ont montré que le virus interagit avec l’apoptose (une mort cellulaire programmée) ainsi qu’avec les principales voies immunitaires antivirales (ARN interférent, Toll, IMD et JAK/STAT), en fonction du contexte cellulaire. Cette modulation ciblée révèle une stratégie complexe visant à neutraliser et contrôler les défenses immunitaires de l’hôte lors du parasitisme. En particulier, l’induction de l’apoptose dans les hémocytes entraîne une diminution significative de la population hémocytaires, ce qui a pour effet de neutraliser la composante cellulaire de la réponse immunitaire. Ces résultats aident à comprendre comment le virus favorise le succès parasitaire en perturbant la défense immunitaire. 

Par ailleurs, nous avons étudié le rôle des longs ARN non codants (lncRNAs) dans la régulation des interactions hôte–virus. Une analyse transcriptomique par RNA-seq a permis de comparer leurs profils d’expression dans les principaux compartiments immunitaires, hémocytes et corps gras, de chenilles infectées par deux virus aux stratégies de virulence distinctes : le virus associé à H. didymator et le densovirus entomopathogène JcDV. Cette analyse a révélé un ensemble de lncRNAs dont l’expression varie selon le type de virus et le tissu, suggérant leur implication potentielle dans la régulation des interactions hôte-virus (Robin et al., 2023).

Dans la continuité de ces travaux, nous nous intéressons à l’impact des variations de température sur l’interaction tripartite S. frugiperda - H. didymator - virus. Plus précisément, nous explorons (i) comment une température élevée affecte chacun des acteurs et modifie l’équilibre entre la résistance de l’hôte et la virulence du virus ou du parasitoïde et (ii) comment la combinaison de stress biotiques (parasitisme ou infection virale) et abiotiques (température) module la réponse immunitaire de l’hôte. Notre objectif est de déterminer comment des contraintes environnementales altèrent les mécanismes de défense de l’hôte, tout en façonnant la virulence du bioagresseur, afin d’évaluer les conséquences potentielles sur la dynamique des populations naturelles.
 

Dernières publications DGIMI en lien avec le modèle

• Lorenzi, A., Legeai, F., Jouan, V., Girard, P.-A., Strand, M.R., Ravallec, M., Eychenne, M., Bretaudeau, A., Robin, S., Rochefort, J., Villegas, M., Burke, G.R., Rebollo, R., Negre, N., Volkoff, A.N. 2024. Identification of a viral gene essential for the genome replication of a domesticated endogenous virus in ichneumonid parasitoid wasps. PLoS Pathogens, 20, e1011980. DOI : 10.1371/journal.ppat.1011980.
   
• Robin, S., Legeai, F., Jouan, V., Ogliastro, M., Darboux, I. 2023. Genome-wide identification of lncRNAs associated with viral infection in Spodoptera frugiperda. Journal of General Virology, 104. DOI : 10.1099/jgv.0.001827.
   
• Heisserer, C., Muller, H., Jouan, V., Musset, K., Periquet, G., Drezen, J.M., Volkoff, A.N., Gilbert, C. 2023. Massive somatic and germline chromosomal integrations of polydnaviruses in Lepidopterans. Molecular Biology and Evolution, 40. DOI : 10.1093/molbev/msad050.
   
• Legeai, F., Santos, B. F., Robin, S., Bretaudeau, A., Dikow, R. B., Lemaitre, C., Jouan, V., Ravallec, M., Drezen, J.-M., Tagu, D., Baudat, F., Gyapay, G., Zhou, X., Liu, S., Webb, B. A., Brady, S. G., Volkoff, A.-N. 2020. Genomic architecture of endogenous ichnoviruses reveals distinct evolutionary pathways leading to virus domestication in parasitic wasps. BMC Biology, 18. DOI : 10.1186/s12915-020-00822-3.
   
• Visconti V, Eychenne M, Darboux I. 2019. Modulation of antiviral immunity by the ichnovirus HdIV in Spodoptera frugiperda. Mol Immunol. 108:89-101. DOI: 10.1016/j.molimm.2019.02.011. 
   
• Lorenzi, A., Ravallec, M., Eychenne, M., Jouan, V., Robin, S., Darboux, I., Legeai, F., Gosselin-Grenet, A.S., Sicard, M., Stoltz, D., Volkoff, A.N. 2019. RNA interference identifies domesticated viral genes involved in assembly and trafficking of virus-derived particles in ichneumonid wasps. PLoS Pathogens 15 (12), e1008210.DOI : 10.1371/journal.ppat.1008210.
   

Quelques revues pour en savoir plus

• Lorenzi, A., Strand, M.R., Burke, G.R., Volkoff, A.-N. 2022. Identifying bracovirus and ichnovirus genes involved in virion morphogenesis. Current Opinion in Insect Science, 49, 63-70. DOI : 10.1016/j.cois.2021.11.006.
   
• Cusumano, A., Volkoff, A.-N. 2021. Influence of parasitoid-associated viral symbionts on plant–insect interactions and biological control. Current Opinion in Insect Science, 44, 64-71. DOI : 10.1016/j.cois.2021.03.009
   
• Volkoff, A.-N., Huguet, E. 2021. Polydnaviruses (Polydnaviridae), in: Bamford, D.H., Zuckerman, M. (Eds.), Encyclopedia of Virology (Fourth Edition). Academic Press, Oxford, pp. 849-857. DOI : 10.1016/B978-0-12-809633-8.21556-2.
   
• Lorenzi, A., Volkoff, A.-N. 2020. Polydnaviruses, a unique example of viral machinery domesticated by parasitoid wasps. Les Polydnavirus, un exemple unique de machinerie virale domestiquée par des insectes parasitoïdes. Virologie (Montrouge), 24 (2), 113-125. DOI : 10.1684/vir.2020.0835.

 Ce sont des vers ronds microscopiques (de 300 µm à 1,2 mm), naturellement présents dans les sols au stade juvénile infectieux (IJ). Leur fréquence et leur abondance varient en fonction des variables environnementales, des conditions physico-chimiques des sols, de la présence d’insectes et du couvert végétal. Les nématodes chassent les larves d’insecte à l’affût ou en se déplaçant jusqu'à des profondeurs de 80 cm. Ces nématodes vivent en symbiose avec des bactéries hébergées dans leur tube digestif. Ce sont des parasites obligatoires d’insectes. Ils se développent et se multiplient aux dépens de ces derniers occasionnant leur mort.

Ils sont utilisés comme agents de lutte biologique. Plusieurs espèces sont produites industriellement (Koppert, Biobest, E-Nema…) et commercialisées dans plusieurs pays pour lutter contre le charançon du bananier, le papillon du palmier, quelques ravageurs de cultures ornementales, etc.

Cependant, le marché actuel cible essentiellement des niches commerciales particulières (filière bio, etc.) et peu d’applications concernent les ravageurs des grandes cultures céréalières ou maraîchères.

Cycle biologique des nématodes entomopathogènes

Une phase libre dans les sols & une phase de développement parasitaire dans l'insecte

Le cycle biologique des NEPs comprend trois phases : une phase libre, une phase entomopathogène et une phase nécrotrophe (voir Equipe BIBINE). Les IJs au stade L3 se retrouvent dans les sols à la recherche d’un insecte à parasiter. Il existe deux stratégies de chasse. Certains nématodes recherchent la larve d’insecte très activement (cruiser) alors que d’autres se tiennent à l’affut des insectes de passage (ambusher)(Crow, 2003 ; Campbell et al, 2003). Les IJs détectent leurs proies potentielles grâce à des molécules et à des signaux thermiques, tactiles ou vibratoires (O’Halloran et al, 2006). Les larves infestantes pénètrent leur proie par les orifices naturels (bouche, anus, spiracles) ou en traversant la cuticule (cas du genre Heterorhabditis) et se retrouvent dans l’insecte. Les bactéries entomopathogènes, vivant en symbiose avec les NEPs, sont alors libérées et vont commencer à se multiplier au contact du sang de l’insecte (hémolymphe) et provoquer une septicémie. Ces bactéries sécrètent des molécules antimicrobiennes empêchant la flore microbienne intestinale de coloniser le cadavre. De plus, les enzymes secrétées aident à décomposer la dépouille en la convertissant en ressources nutritives assimilables par les nématodes pour leur développement et leur multiplication. Lorsque les conditions sont optimales, l’insecte meurt sous 24 à 48 heures.

La larve d’insecte colonisée par le genre Heterorhabditis prend une couleur rouge brique (larve de gauche). Cette couleur est liée à des pigments produits par la bactérie symbiotique Photorhabdus. L’infestation par le genre Steinernema ne donne pas de couleur à la larve (à droite).

 

La pénurie alimentaire déclenche l’émergence de milliers de larves au stade IJ.

 

Celles-ci s’échappent de l’insecte mort et se retrouvent à nouveau libres dans les sols à la recherche d’un nouvel insecte (Murfin et al, 2012).

Bibliographie

• Crow, W.T. 2003. Using nematodes to control insects : overview and frequently asked questions. University of Florida.
   
• Campbell, J.F., Lewis, E.E., Stock, S.P., Nadler, S., Kaya, H.K. 2003. Evolution of host search strategies in entomopathogenic nematodes. J nematol, 35, 142–145

• O’Halloran, D.M., Fitzpatrick, D.A., Burnell, A.M. 2006. The chemosensory system of Caenorhabditis elegans and other nematodes. In Chemical Ecology: From Gene to Ecosystem. Volume 16, pp 71-88. Dicke, M. & Takken, W. (eds), Wageningen, The Netherlands.
   
• Murfin, K., Dillman, A., Foster, J., Bulgheresi, S., Slatko, B., Sternberg, P., Goodrich-Blair, H. 2012. Nematode-bacterium symbioses - cooperation and conflict revealed in the "omics" age. Biol Bull, 223, 85-102. DOI : 10.1086/BBLv223n1p85.

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Histoire évolutive des nématodes entomopathogènes

Les nématodes entomopathogènes décrits à ce jour appartiennent à l’ordre des Rhabditida (phylum Nematoda) et concernent deux genres principaux, Heterorhabditis et Steinernema qui appartiennent à des clades phylogénétiquement très éloignés (Blaxter et al, 1998). Ces deux lignées de nématodes auraient émergé indépendamment à la même époque il y a 375 millions d’années (Askary and Abd-Elgawad, 2017). Les premiers insectes sont apparus il y a 395 millions d’années. Le genre Heterorhabditis serait issu d’un ancêtre vivant dans l’environnement marin alors que le genre Steinernema serait issu d’un ancêtre vivant dans l’environnement terrestre.

 

Puis, Heterorhabditis et Steinernema ont développé, à partir de nématodes ancestraux nécrophages et de manière indépendante, des stratégies convergentes et originales dans les domaines de la symbiose et de la virulence vis-à-vis des insectes au sein de ce phylum. Ces stratégies ont abouti à deux associations particulières Steinernema/Xenorhabdus et Heterorhabditis/Photorhabdus (Boemare, 2002; Chaston et al, 2011).

Bibliographie

• Askary, T.H., Abd-Elgawad, M.M.M. 2017. Beneficial nematodes in agroecosystems: A global perspective. In Biocontrol agents: Entomopathogenic and slug. Parasitic nematodes, Abd-Elgawad, M.M.M., Askary, T.H., Coupland, J. (Eds), pp 3-25. DOI : 10.1079/9781786390004.0003
   
• Blaxter, M.L., De Ley, P., Garey, J.R., Liu, L.X.,  Scheldeman, P., Vierstraete, A., Vanfleteren, J.R., Mackey, L.Y., Dorris, M., Frisse, L.M., Vida, J.T., Thomas  W.K. 1998. A molecular evolutionary framework for the phylum Nematoda. Nature, 392, 71–75. DOI : 10.1038/32160.
   
• Boemare, N. 2002. Interactions between the partners of the entomopathogenic bacterium nematode complexes, Steinernema-Xenorhabdus and Heterorhabditis-Photorhabdus. Nematology, 4, 601-603. DOI : 10.1163/15685410260438863.
   
• Chaston, J.M., Suen, G., Tucker, S.L., Andersen, A.W., Bhasin, A., Bode, E., Bode, H.B., Brachmann, A.O. et al. 2011. The entomopathogenic bacterial endosymbionts Xenorhabdus and Photorhabdus: Convergent lifestyles from divergent genomes. PLoS One, 6, e27909.  DOI : 10.1371/journal.pone.0027909.
   
• Poinar, G. 2014. Evolutionary history of terrestrial pathogens and endoparasites as revealed in fossils and subfossils. Adv Biol, 2014, 181353. DOI : 10.1155/2014/181353.
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Comment capturer les nématodes entomopathogènes ?

Les nématodes entomopathogènes présents dans les sols sont piégés en utilisant des insectes proies.

Le sol est l’habitat naturel des nématodes entomopathogènes. Comme il est difficile de retrouver les nématodes libres dans les sols, et de retrouver des insectes parasités naturellement par les NEPs, leur recherche se réalise à l’aide du piégeage par « Galleria trap » (Mracek, 1980). Il consiste à enfouir un contenant percé -une boule à thé, un tube eppendorf percé- dans le sol (10, 20 ou 30 cm de profondeur) dans lequel a été placée une larve d’insecte. Galleria mellonella (teigne des ruches) est l’insecte modèle utilisé comme proie car elle est connue pour sa susceptibilité vis-à-vis des NEPs (Ali et al, 2008). Cependant, toute autre larve d'insectes peut être utilisée de la même manière. Au bout de quelques jours (5 à 8 jours), les pièges sont récoltés sur site dans le but de déceler la présence de NEPs dans les cadavres d’insectes. Les cadavres parasités par des moisissures sont éliminés.

 

Les autres sont placés sur un dispositif de récolte (A) afin de collecter dans un liquide les IJs émergeants du cadavre. Celles-ci sont conservées après filtration (B) à basse température (8°C pour Steinernema et 15°C pour Heterorhabditis) pendant plusieurs mois en milieu aqueux à une concentration de 300-5000 IJs/mL (C) (Kaya and Stock, 1997). Les nématodes piégés seront ensuite identifiés par séquençage des régions ITS à partir de l’ADNg extrait (Malan et al, 2011).

Bibliographie

• Ali, S.S., Pervez, R., Abid Hussain, M., Ahmad, R. 2008. Susceptibility of three lepidopteran pests to five entomopathogenic nematodes and in vivo mass production of these nematodes. Archiv Phytopathol Plant Prot, 41, 300-304. DOI : 10.1080/03235400600759396.
   
• Kaya, H.K. and Stock, P. 1997. Chapter VI - Techniques in insect nematology, Editor(s): Lawrence A. Lacey, Manual of Techniques in Insect Pathology, Academic Press, 1997, Pages 281-324, ISBN 9780124325555, DOI : 10.1016/B978-012432555-5/50016-6.
   
• Mracek, Z. 1980. The use of « Galleria traps » for obtaining nematode parasites of insects in Czechoslovakia (Lepidoptera : Nematoda, Steinernematidae). Acta Entomol Bohemoslov, 77, 378-382.
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• Malan, A.P., Knoetze, R., Moore, S.D. 2011. Isolation and identification of entomopathogenic nematodes from citrus orchards in South Africa and their biocontrol potential against false codling moth. J Invertebr Pathol, 108, 115-125. DOI : 10.1016/j.jip.2011.07.006.

Les densovirus sont des parvovirus d'arthropodes; ce sont des petits virus octaédriques (19-26 nm), non enveloppés qui encapsident un génome de 4-6 kb simple brin linéaire.

Ces virus présentent une grande diversité de structures et de séquences génomiques permettant de discriminer 4 genres densoviraux pathogènes aux stades larvaires pour les différents ordres d'insectes.
Parmi ceux ci, des espèces d'intérêt économique (des lépidoptères ravageurs de cultures) et médicale (des moustiques vecteurs). Ces caractéristiques les font considérer comme des agents potentiels de lutte biologique.